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线粒体呼吸测定仪基本构造
薄膜氧电极[2] 由L.C.Clark研制（1953），故亦称Clark氧电极。氧电极实际上是一个电化学电池，由镶嵌在绝缘材料上的银极和铂极构成。银极为阳极，一般制成圆环状，作为参比电极，银极的面积要尽可能大一些，以降低电机表面电流密度，减少阳极的极化现象，使其电机电位不受外加电压的影响。铂极为阴极，一般制成圆点状，位于银极的，电解反应即发生在铂极上。
在电极的表面用15~20μm的聚乙烯或聚四氟乙烯薄膜覆盖，在电极与薄膜之间充以溶液作为电解质。由于水中溶解氧能透过薄膜而电解质不能透过，因而排除了被测溶液中各种离子电解反应的干扰，成为测定溶解氧的专用性电极。
线粒体呼吸测定仪基本原理
当在氧电极两极间施加电压并超过O2的分解电压（约为-0.2V）时，透过薄膜进入溶液的溶解氧便在铂阴极上还原：
O2+2H2+4e= 4OH
银阳极上则发生银的氧化反应：
4Ag+4Cl= 4AgCl+4e [3]
此时电极间产生电解电流。由于氧在阴极被还原，而使阴极表面氧的浓度降低，于是被测溶液中的溶解氧便向阴极扩散补充，使还原过程得以继续进行，又由于电极反应的速度极快，而氧分子的扩散速度则较慢，所以电解电流的大小受氧的扩散速度的限制。这种受氧扩散速度限制的电解电流叫做扩散电流。在溶液静止、温度恒定的情况下，扩散电流受被测溶液与电极表面O2的浓度差控制。随着外加电压的加大，电极表面O2浓度必然减小，被测溶液与电极表面O2的浓度差加大，扩散电流也随之增大。但当外加的极化电压达到一定值时，阴极表面氧的还原速率大大超过O2向阴极的扩散速率，使阴极表面O2的浓度趋近于零，于是扩散电流的大小取决于被测溶液中的氧的浓度（对于薄膜氧电极而言，也就是紧靠膜外侧的O2浓度）。此时再增加极化电压，扩散电流基本上不再增加，使极谱波（即电流-电压曲线）产生一个平顶。将极化电压选定在平顶的中部（约0.6～0.9V），可以使扩散电流的大小基本不受电压微小波动的影响。即电压在0.6～0.9V之间，氧电极输出的电流与电极外面氧浓度之间有良好的线性关系。因此，在极化电压及温度恒定的条件下，扩散电流的大小即可作为溶解氧定量测定的基础。电极间产生的扩散电流信号可通过电极控制器的电路转换成电压输出，用自动记录仪进行记录。[4]
线粒体呼吸测定仪分类
国际普遍认可的高精度氧电极有以下几种：Chlorolab-2液相氧电极，Oxygraph液相氧电极，Oxytherm液相氧电极等。
其中Oxytherm系列氧电有很强的精确控温功能，更适宜进行线粒体呼吸的测定。
线粒体呼吸测定仪参数举例
线粒体呼吸测定仪应用领域
广泛应用于植物生理学、农学、园艺学、林学、微生物学、藻类生物学、生命科学、海洋生物学、动物学，人体医学以及环境科学等领域。
l 测定动物、植物组织细胞、微生物的呼吸速率和呼吸途径的变化，分析抗氰呼吸途径、细胞色素氧化酶途径、糖酵解途径、三羧酸途径的变化
l 测定动物、植物等线粒体的呼吸及I态、II态、III态、IV态呼吸，研究呼吸控制率及P/O比
l 测定有氧参与的酶促反应过程。如多酚氧化酶、脂氧合酶、H2O2酶等活性
l 测定化学合成放氧物质的放氧速率
Oxygtherm配用整合式的电子控温装置，可以在3℃～40℃之间精确地控制温度，控温精度为0.02℃ 。因此避免了使用超级恒温水浴。Oxytherm可用于研究动物、植物、微生物及藻类等各种生物材料的耗氧及放氧过程。[5]
线粒体呼吸测定仪主要功能
l 高度整合的控制器。功能强大的控制软件，控制温度和搅拌子转速
l 自动采集数据，自动计算出呼吸速率
l 整合式半导体控温装置精确控温
l 可以8台系统联用，同时监测8个反应室中O2浓度的变化
l 可与OXY/PHA离子选择pH电极联用，同时检测反应液中氧浓度和H浓度[6]
线粒体呼吸测定仪主要技术指标
l 样品用量：0.2~2.5 ml
l 测量范围：0~40% O2
l 氧分辨率：10×10μ mol· ml
l 控 制 器：计算机控制器与整合式磁力搅拌器，可控制搅拌转子转速（150~900 rpm），计算机控制增益与补偿功能，自动采集数据（0.1~10次/秒），RS232输出
l 软件功能：功能强大的控制软件。可控制温度、搅拌转子转速，自动记录氧信号的动态变化过程，自动计算呼吸速率
l 温度控制：整合式半导体控温装置，控温范围3℃~40℃；控温精度：0.02℃
l 电极输出：21% O2 时为1 μA；10%~90% 响应时间<5秒；耗氧量<0.015 μ mol · ht
l 残余电流：<0.02 μA ；极化电压：700 mA
l 工作电压：100~240V，50/60 Hz，输出12V DC，2.5A
l 控制器体积：190×120×85 mm；重量：350g[7]
使用氧电极测定线粒体实例：
Christian Frezza, Sara Cipolat, Olga Martins de Brito, Massimo Micaroni, Galina V. Beznoussenko, Tomasz Rudka, Davide Bartoli, Roman S. Polishuck, and others. OPA1 Controls Apoptotic Cristae Remodeling Independently from Mitochondrial Fusion. Cell,Vol. 126,Issue 1,p177–189
Sara Cipolat, Tomasz Rudka, Dieter Hartmann, Veronica Costa, Lutgarde Serneels, Katleen Craessaerts, Kristine Metzger, Christian Frezza, and others. Mitochondrial Rhomboid PARL Regulates Cytochrome c Release during Apoptosis via OPA1-Dependent Cristae Remodeling. Cell,Vol. 126,Issue 1,p163–175
Hsiuchen Chen, Marc Vermulst, Yun E. Wang, Anne Chomyn, Tomas A. Prolla, J. Michael McCaffery, David C. Chan. Mitochondrial Fusion Is Required for mtDNA Stability in Skeletal Muscle and Tolerance of mtDNA Mutations. Cell,Vol. 141,Issue 2,p280–289
Carolyn S. Sevier, Hongjing Qu, Nimrod Heldman, Einav Gross, Deborah Fass, Chris A. Kaiser. Modulation of Cellular Disulfide-Bond Formation and the ER Redox Environment by Feedback Regulation of Ero1. Cell,Vol. 129,Issue 2,p333–344
Geng Wang, Hsiao-Wen Chen, Yavuz Oktay, Jin Zhang, Eric L. Allen, Geoffrey M. Smith, Kelly C. Fan, Jason S. Hong, and others. PNPASE Regulates RNA Import into Mitochondria. Cell,Vol. 142,Issue 3,p456–467
BrookeM. Emerling, JonathanB. Hurov, George Poulogiannis, KazumiS. Tsukazawa, Rayman Choo-Wing, GerburgM. Wulf, EricL. Bell, Hye-Seok Shim, and others. Depletion of a Putatively Druggable Class of Phosphatidylinositol Kinases Inhibits Growth of p53-Null Tumors. Cell,Vol. 155,Issue 4,p844–857
WilliamJ. Israelsen, TalyaL. Dayton, ShawnM. Davidson, BrianP. Fiske, AaronM. Hosios, Gary Bellinger, Jie Li, Yimin Yu, and others. PKM2 Isoform-Specific Deletion Reveals a Differential Requirement for Pyruvate Kinase in Tumor Cells. Cell,Vol. 155,Issue 2,p397–409
参考资料
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